Kondisi selama kultur pada berbagai langkah produksi embrio secara in vitro (IVP) tidak diragukan akan mempengaruhi tingkat perkembangan, level yang relatif rendah dari efisiensi yang diperoleh ditunjukkan dengan seringnya terjadi kegagalan hingga 60% oosit immature mencapai tahap blastosist, hampir dipastikan berhubungan dengan kualitas intrinsik oosit pada awal maturasi.
Proporsi oosit selama masa perkembangan menuju stadium blastosist, akan mempengaruhi kualitas embrio. Meskipun banyak penelitian meneliti tentang meningkatkan produksi blastosist dari oosit immature, kualitas embrio hasil in vitro memiliki kemampuan bertahan hidup selama kryopreservasi yang tertinggal di belakang dibandingkan embrio yang berasal dari produk in vivo. Tujuan dari jurnal ini untuk membahas literatur yang berkaitan dengan faktor pengontrol fase blastosist dan kualitas blastosist pada ternak seperti yang dideskripsikan beberapa penemuan dari laboratorium.
- Definisi Kualitas Oosit dan Embrio
Definisi sangat berguna untuk membedakan pengertian antara kualitas oosit dan kualitas embrio. Tujuan pengujian kualitas oosit untuk mengetahui kemampuan fertilisasi dan perkembangan ke stadium blastosist, menimbulkan kebuntingan, dan akhirnya menghasilkan anak yang hidup. Hampir mirip dengan hal tersebut, pengukuran terbaik untuk kualitas blastosist adalah menimbulkan kebuntingan dan memproduksi anakan. Hampir semua contoh tidak setiap blastosist yang ditransferkan adalah hasil dari IVP. Maka dari itu, digunakan parameter yang pasti, seperti pembelahan dan produksi blastosist sebagai pengukuran kualitas oosit. Kualitas embrio menurut Bavister (7), seleksi blastosist “terbaik” dari suatu populasi, tidak mengindikasikan kualitas seluruh populasi. Dari sisi laboratorium, salah satu keuntungan pengukuran kualitas adalah mengetahui kemampuan embrio bertahan hidup dalam kryopreservasi, sama pentingnya dengan semua embrio diberi perlakuan sebagai uji.
- Parameter yang digunakan untuk menilai kinetik pada tahap awal pembelahan
Telah ditunjukkan dengan jelas mengenai hubungan antara waktu pembelahan pertama post-inseminasi in vitro dengan kemampuan perkembangannya, oosit yang mengalami pembelahan paling awal setelah IVF menjadi lebih mudah mencapai tahap blastosist dibandingkan oosit lain yang terlambat membelah (18, 48). Fenomena ini biasa terjadi pada banyak spesies (54, 69, 71, 78, 84). Ditambahkan pula bahwa telah diteliti mengenai waktu pembelahan pertama berkaitan dengan status polyadenilasi dari beberapa perkembangan transkrip gen yang penting (12). Kami menunjukkan perbedaan ekspresi gen pada awal embrio yang akan terlihat pada kemampuan berkembang antara zigot yang mengalami pembelahan awal dan pembelahan terlambat (51). Tidak diketahui faktor-faktor yang mengontrol waktu pembelahan pertama. Walaupun kondisi kultur dapat berpengaruh pada perkembangan awal (42, 62), diduga faktor utama yang mengontrol parameter ini adalah faktor intrinsik oosit (12, 48, 51), sperma (15, 21, 83), atau keduanya. Pada tikus, gen pengontrol tingkat pembelahan pre-implantasi dan embrio yang bertahan hidup telah diidentifikasi (84).
- Perbedaan antara Embrio Hasil In Vivo dan In Vitro
Perbedaan antara embrio hasil in vivo dan in vitro telah ditulis oleh beberapa penulis (53, 87). Perbedaan meliputi sitoplasma yang lebih gelap, densitas yang rendah (64), lebih banyak lemak, spesifik, banyak trigliserida dan rendah lemak untuk kelas lain (1), blastomer yang membengkak (81), zona pellucida yang fragil (19), perbedaan komunikasi interseluler (10) dan insidensi yang tinggi dari abnormalitas kromosom (82). Semua faktor tersebut diduga berkontribusi meningkatkan sensitivitas cryoinjury yang ditunjukkan oleh embrio hasil IVP.
Penyebab dibalik perbedaan tersebut tidak diketahui. Belum jelas bagian dari proses produksi embrio yang penting digunakan sebagai parameter penghasil blastosist dan kualitas blastosist.
- Maturasi Oosit Secara In Vivo dan In Vitro
Berdasarkan fakta dalam studi literatur, dimungkinkan oosit yang dimaturasi secara in vivo memiliki kemampuan berkembang yang lebih dibandingkan dimaturasi secara in vitro. Oosit mengalami modulasi yang signifikan pada folikel dominan sehingga memegang peranan dalam peningkatan kemampuan berkembang. Jumlah ultrastruktur dan molekuler mengalami perubahan selama perkembangan oosit telah dihubungkan dengan kemampuan berkembang (5, 34). Selain itu, maturasi in vitro telah diasosiasikan dengan berbagai abnormalitas pada oosit (31-33).
Assey et al. (4) melaporkan bahwa oosit sapi yang diaspirasi dari dominan folikel sebelum gelombang LH, akan memperlihatkan perubahan nukleus dan morfologi sitoplasma, menurut Assey keduanya adalah syarat untuk peningkatan kemampuan berkembang. Hal ini akan mengindikasikan bahwa tidak hanya oosit akhir maturasi (proses yang terjadi antara gelombang LH dan ovulasi) yang signifikan, namun juga periode sebelum gelombang LH mungkin penting untuk membentuk kemampuan berkembang.
Penelitian dilakukan untuk mengevaluasi pentingnya kejadian selama proses maturasi oosit (68). Digunakan 4 grup oosit : 1. oosit immature dari folikel berukuran 2-6 mm yang berasal dari ovarium di rumah potong, n = 388 ; 2. oosit immature dengan folikel berukuran >6 mm yang berasal dari ovarium di rumah potong, n = 99; 3. oosit immature berasal dari in vivo yang diambil menggunakan ovum pick up (OPU) sebelum gelombang LH, n = 102 ; 4. oosit dimaturasi in vivo yang diambil menggunakan (OPU), n = 134. Selama recovery, grup 1-3 menerima perlakuan IVM selama 24 jam, sedangkan oosit grup 4 segera diinseminasi. Penelitian ini dirancang bahwa oosit dari 4 grup diinseminasi bersamaan.
Tidak terdapat perbedaan pada tingkat pembelahan oosit selama IVF, namun secara signifikan lebih banyak blastosist terbentuk dari oosit yang dimaturasi secara in vivo (58,2%) dibandingkan oosit yang diambil sebelum gelombang LH (39,2%) atau yang berasal dari folikel berukuran 2-6 mm (38,9%). Oosit yang berasal dari folikel besar (>6 mm) menghasilkan intermediet blastosist (46,5%). Kualitas blastosist (Gambar 1), mampu bertahan hidup selama vitrifikasi relatif rendah berkisar <40% style="">post warming hingga <20% style="">post warming.
Gambar 1. Grafik rata-rata semua data dari 3 percobaan yang berkaitan dengan kualitas oosit diukur berdasarkan perkembangan blastosist, dan kualitas blastosist yang diukur berdasarkan kemampuan hidup selama vitrifikasi. Blastosist berasal dari oosit (1) dari ovarium yang diambil di rumah potong, folikel 2-6 mm atau (2) folikel > 6 mm, (3) diambil dari OPU sebelum waktu gelombang LH, atau (4) selama maturasi in vivo, (5) dimaturasi dan difertilisasi in vitro dan ditanam pada oviduk babi, (6) dimaturasi/difertilisasi in vivo dan ditanam in vitro, atau (7) dimaturasi/difertilisasi/ditanam in vivo. Tanda panah menunjukkan sepanjang pembentukan axis oosit/embrio dipindahkan dari lingkungan in vivo menjadi blastosist berkembang secara in vitro. Selain itu, embrio yang dikultur secara in vivo, tidak dipengaruhi oleh asal oosit, akan menghasilkan kualitas blastosist yang superior saat dikultur in vitro.
Hasil ini secara nyata memperlihatkan bahwa oosit yang dimaturasi in vivo lebih berkembang dibandingkan dimaturasi in vitro. Hal in merupakan kesepakatan dengan studi sebelumnya (11, 26, 45, 52, 80). Data yang didapat juga mendukung dugaan bahwa oosit yang didapat dari folikel besar lebih berkembang dibandingkan dari folikel kecil selama IVP (46, 61). Akan tetapi, data yang menunjukkan kualitas blastosist tidak berhubungan dengan sumber oosit.
Hasil yang berbeda telah dilaporkan antara maturasi oosit in vivo dan in vitro yang mungkin menjelaskan perbedaan kemampuan berkembang. Ekspansi cumulus biasanya lebih ekstensif selama maturasi in vivo (75). Selain itu, terdapat tingkat homogeneity yang tinggi pada oosit yang dimaturasi in vivo pada level ultrastruktur; hal ini jauh berbeda dengan heterogeneity ultrastruktur yang ditunjukkan oosit dimaturasi in vitro, meskipun pada populasi sama akhirnya diseleksi sebelum maturasi in vitro (17).
- Fertilisasi Oosit In Vivo dan In Vitro
Terdapat beberapa laporan tertulis mengenai perbandingan fertilisasi in vivo dan in vitro. Penelitian dirancang untuk menilai pentingnya fertilisasi in vitro atau in vivo pada perkembangan lanjut dari blastosist dan kualitas blastosist, oosit yang dimaturasi in vivo (1) diambil dengan OPU sebelum ovulasi dan difertilisasi secara in vitro (n = 134) atau (2) difertilisasi secara in vivo dengan inseminasi buatan dan menghasilkan zigot yang diambil dengan cara operasi pada hari ke 1 (n = 69). Kedua grup kemudian dikultur in vitro secara pararel. Sebagai kontrol, grup oosit (n = 388) berasal folikel berukuran 2-6 mm yang diambil dari ovarium sapi dara di rumah potong diambil untuk IVM/IVF/IVC pada waktu yang sama.
Tidak terdapat perbedaan dalam tingkat pembelahan saat oosit dimaturasi in vivo difertilisasi secara in vivo (92,8%) atau in vitro (87,3%). Oosit yang difertilisasi in vivo memiliki hasil blastosist yang cukup signifikan (P<0,01) style="">in vitro ( 73,9% vs 58,2% dan 39,2%, untuk difertilisasi secara in vivo, dimaturasi in vivo/difertilisasi in vitro dan dimaturasi in vitro/oosit difertilisasi in vitro). Selain itu,oosit yang dimaturasi secara in vivo/difertilisasi in vitro menghasilkan blastosist yang lebih signifikan (P <0,001) style="">in vitro. Menentukan kualitas blastosist, kemampuan bertahan hidup dan tingkat pembelahan selama vitrifikasi tidak berbeda antar grup, dengan rata-rata angka bertahan hidup < style="">post warming, mengindikasikan tempat fertilisasi bukan merupakan faktor yang menentukan kualitas blastosist.
Hasil dari penelitian ini adalah terdapat proporsi yang lebih tinggi pada oosit yang dimaturasi in vivo untuk berkembang menjadi blastosist selama fertilisasi in vivo dibandingkan fertilisasi in vitro menghasilkan dugaan bahwa kejadian selama waktu fertilisasi mungkin berpengaruh dalam menentukan kemampuan berkembang dari oosit. Meskipun demikian, masih dipertanyakan fertilisasi yang dilakukan secara in vivo atau tidak bertanggungjawab terhadap peningkatan blastosist. Hal ini sebaiknya dicatat bahwa oosit difertilisasi in vivo adalah oosit yang diovulasikan; hal ini berbeda dengan grup dimaturasi in vivo/difertilisasi in vitro, karena oosit didapat dari folikel pre-ovulasi yang sebelumnya diharapkan sebagai waktu ovulasi. Pada ternak yang tidak distimulasi, ovulasi terjadi kira-kira 24 jam setelah puncak LH, sedangkan selama superovulasi terjadi selama 24-33 jam setelah puncak LH (13). Hal ini menimbulkan dugaan bahwa proporsi oosit yang diambil dari folikel pre-ovulasi mungkin tidak mengalami maturasi lengkap dan mungkin berkontribusi menghasilkan blastosist yang rendah.
Untuk menjawab pertanyaan tersebut, dilakukan percobaan menggunakan fertilisasi in vitro menggunakan oosit sapi yang telah dimaturasi dalam oviduk domba menggunakan GIFT, meliputi transfer oosit mature dan sperma ke dalam oviduk secara simultan, atau transfer oosit mature ke dalam oviduk babi yang sebelumnya telah diinseminasi dengan sperma sapi (hasil tidak ditampilkan). Terlepas dari metode yang digunakan, hanya sedikit oosit yang difrtilisasi dan tidak ada yang berkembang menjadi blastosist. Penulis yang lain memiliki kemiripan percobaan fertilisasi in vivo dari oosit sapi yang dimaturasi in vitro diinseminasikan pada kelinci (30, 73, 79), domba (73), dan oviduk sapi (58, 60, 79) dengan tingkat keberhasilan yang terbatas, walaupun demikian Newcomb et al. (60) melaporkan kelahiran anakan kembar selama percobaan tersebut.
- Kultur Embrio Secara In Vivo dan In Vitro
In vivo, oviduk merupakan tempat fertilisasi dan perkembangan awal embrio. Lingkungan oviduk dapat mendukung pertumbuhan embrio hingga tahap blastosist lintas spesies menggunakan transfer antar spesies. Oviduk kelinci yang diligasi telah digunakan secara ekstensif untuk perkembangan embrio dari berbagai spesies termasuk domba (6, 43), sapi (9, 20, 74), babi (63), dan kuda (3). Oviduk domba telah menunjukkan dapat mendukung pertumbuhan dari embrio sapi (22, 23, 25, 27) dan embrio babi (65). Oviduk tikus juga telah digunakan untuk mendukung perkembangan zigot dari sapi (39, 70) dan hamster (56).
Dua percobaan untuk menilai pengaruh dari kultur embrio secara in vitro atau in vivo pada hasil dan kualitas blastosist. Pertama, zigot yang diproduksi dengan IVM/IVF dikultur secara in vitro dalam cairan oviduk sintetis (n = 463), atau in vivo dalam oviduk babi (n = 775). Tingkat pembelahan dari zigot yang dikultur secara in vitro 82,5%; bentuk dari tingkat pembelahan zigot yang dikultur secara in vivo tidak dapat dilihat karena terjadi degenerasi yaitu tidak berkembangnya embrio dalam oviduk. Meskipun demikian, tidak ada perbedaan dalam proporsi perkembangan oosit menjadi tahap blastosist antara dua sistem kultur tersebut (34,1% vs 34,5%). Perbedaan yang mencolok adalah pada kualitas blastosist yang diproduksi dua sistem kultur; selama vitrifikasi dan warming , secara signifikan lebih banyak blastosist (P<0,001) dari oviduk babi yang mampu bertahan hidup dan membelah dibandingkan in vitro (88,0% vs 5,6% bertahan hidup, dalam 72 jam). Hal ini membuat dugaan bahwa sistem kultur memegang peranan yang kritis dalam menentukan kualitas blastosist.
Observasi mengenai hasil blastosist dari oosit IVM/IVF tidak dipengaruhi media kultur in vitro atau in vivo pada oviduk babi, konsisten dengan laporan sebelumnya (22). Jimenez et al. (35) meneliti bahwa kultur pada oviduk domba yang diligasi menghasilkan blastosist yang mirip dengan kultur in vitro (26% vs 27%). Meskipun demikian, jika ligasi tidak tersedia dan embrio diperbolehkan menuju uterus, perkembangan secara signifikan akan berkurang (35). Penelitian ini sulit untuk diterima dengan hasil dari Rexroad dan Powell (67) dan Talbot et.al (76) yang menunjukkan bahwa uterus pada babi mendukung pertumbuhan secara normal blastosist sapi setelah transfer hari ke 7 dan recovery hari ke 14. Penelitian tersebut embrio sapi dapat terus berkembang pada traktus reproduksi babi saat ditransfer dalam kondisi embrio 4 sel atau expanded atau hatched blastosist.
Percobaan kedua, zigot dimaturasi in vivo/difertilisasi in vivo dengan cara diperoleh dengan cara operasi pada hari 1 dan dikultur pada cairan oviduk sintesis (n = 69), atau tetap secara in vivo dan tidak diambil pada hari ke 7 (n = 70). Sebagai kontrol, zigot (n = 388) dihasilkan dengan IVM/IVF dikultur in vitro secara pararel. Tingkat pembelahan dan hasil blastosist zigot yang diproduksi in vivo tidak dipengaruhi oleh tempat kultur (in vitro vs oviduk sapi). Selain itu, pada kedua grup in vivo menghasilkan pembelahan yang cukup tinggi signifikan (P<0,05) style="">in vitro. Sedangkan pada kualitas blastosist , pada percobaan pertama, cukup jelas bahwa sistem memiliki efek dramatis pada kemampuan bertahan hidup selama vitrifikasi; kultur in vitro, tidak tergantung asal dari zigot, dihasilkan secara signifikan rendah dalam bertahan hidup dan membelah (P<0,001) style="">in vivo/difertilisasi/dikultur, dimaturasi in vivo/difertilisasi/dikultur in vitro, dan dimaturasi in vitro/difertilisasi/kultur embrio)
Kultur zigot yang mengalami perlakuan IVM/IVF pada oviduk babi tidak berpengaruh pada hasil blastosist, lingkungan oviduk pada intermediet resipien mengubah secara keseluruhan kualitas blastosist hasil IVM/IVF, dihitung dari kemampuan bertahan hidup selama kryopreservasi. Hampir sama dengan hal tersebut, zigot yang dikultur in vitro berasal dari oosit dengan memiliki potensi perkembangan tinggi (dimaturasi in vivo/difertilisasi) cukup untuk menghasilkan blastosist yang rendah cryotolerance, seperti yang didapat dari IVM/IVF/IVC. Sejalan dengan penelitian ini dan hasil sebelumnya (22), Pugh et.al (66) meneliti bahwa kultur embrio sapi pada oviduk domba oleh pembekuan namun tidak pada kemampuan bertahan hidup embrio segar selama transfer. Tervit et al. (77) menemukan bahwa, selama kultur oviduk tidak dipengaruhi oleh proporsi embrio domba untuk menilai kualitas kemampuan pembekuan, persentase embrio bertahan hidup post-thawing lebih tinggi untuk embrio hasil IVM/IVF setelah dikultur pada oviduk dibandingkan dikultur pada SOF. Holm et al (29) menunjukkan bahwa IVC dari zigot kambing yang mengalami IVM/IVF, kemampuan viabilitasnya menurun mulai dari 15-25% dibandingkan kultur in vivo. Galli dan Lazzari (25) melaporkan bahwa tidak ada perbedaan antara kultur pada oviduk babi atau kultur in vitro dengan bentuk dari blastosist pada hari ke 8. Kesepakatan dari hasil ini, mereka meneliti perbedaan utama pada kualitas embrio yang dikultur pada oviduk babi dan dikoleksi dari donor yang superovulasi berpengaruh terhadap sensitivitas pembekuan/thawing.
Kombinasi hasil dari dua kultur menunjukkan bukti bahwa kualitas intrinsik oosit menentukan hasil blastosist, pada oosit yang dimaturasi in vitro/difertilisasi menghasilkan blastosist kurang lebih 35% jika dikultur in vitro atau in vivo, sedangkan 70% dari oosit dimaturasi in vivo/difertilisasi mencapai tahap blastosist selama kultur in vivo atau in vitro. Hasil ini dengan jelas menunjukkan bahwa proporsi oosit berkembang ke tahap blastosist tidak ditentukan oleh sistem kultur, namun lebih pada awal dari oosit. Selain itu, oosit yang berasal dari sumber yang sama akan menghasilkan blastosist yang perkembangannya mirip meskipun dikultur pada lingkungan yang berbeda.
- Apa yang Mengontrol Perkembangan Blastosist Kualitas Tinggi
Perbedaan ultrastruktural telah dijelaskan dan mungkin merupakan bagian yang menerangkan variasi cryotolerance yang diteliti diantara grup embrio. Dalam studi terdahulu (24) ditunjukkan bahwa blastosist yang dikultur in vivo pada oviduk babi berasal dari zigot IVM/IVF menunjukkan sedikit perbedaan morfologi dari yang diproduksi keseluruhan secara in vivo dengan superovulasi. Sebaliknya, blastosist yang dihasilkan secara in vitro menunjukkan karakteristik berkurangnya cryotolerance seperti vakuola dalam sel trophoblast, populasi mikrovili berkurang, penurunan yang besar dari hubungan jaringan interselulerdan peningkatan kandungan lemak. Penelitian yang mirip telah dilaporkan oleh penulis lain (2, 16).
Perbedaan dalam ekspresi gen terlihat embrio hasil in vitro dan in vivo yang mungkin menerangkan dalam perbedaan kualitas. Wrenzycki et al (85) menunjukkan bahwa ekspresi dari gen connexin 43 tahap blastosist berbeda pada embrio sapi yang diproduksi secara in vitro dan in vivo. Gen ini mempengaruhi formasi dari protein dan meningkatkan gap junction antar sel. Bentuk gap junction yang lemah diasosiasikan dengan lemahnya kekompakan sel dan biasanya terjadi embrio hasil IVP. Kecepatan perkembangan in vitro apabila ditambahi serum (14, 49)akan mempengaruhi regulasi gen dan transkripsi, menghasilkan perkembangan abnormal seperti fetus raksasa pada sapi (88).
Hal ini juga sudah ditunjukkan bahwa ekspresi gen pada masa perkembangan embrio dan dipengaruhi oleh lingkungan kultur in vitro (36, 44, 59, 86). Knjin et al. (38) membandingkan ekspresi gen dari blastosist didapat dari embrio yang dimaturasi in vitro dan in vivo. Tidak ada perbedaan yang relatif berlebihan untuk studi 4 gen, mengindikasikan bahwa maturasi bukan merupakan langkah utama pada proses IVP yang mempengaruhi ekspresi gen pada embrio. Hal ini sejalan dengan penemuan Wrenzycki et al. (86) dan studi sebelumnya, menekankan bahwa sistem kultur sebagai faktor utama yang menentukan kualitas blastosist, tidak berdasarkan asal dari oosit.
Lingkungan kultur juga dapat memberikan efek signifikan pada metabolisme embrio yang berpengaruh pada kualitas embrio. Embrio secara umum pada media lengkap memiliki tingkat glikolisis yang rendah dibandingkan di serum (40). Khurana and Niemann (37) meneliti energi metabolisme dari embrio hasil in vitro dan in vivo. Secara umum, hampir mirip ; embrio IVP menunjukkan 2-fold lebih tinggi dalam glikolisis anaerobik dan memproduksi banyak laktat. Kultur selama 72 jam pada blastosist hasil in vivo menghasilkan produksi laktat yang mirip dengan blastosist hasil in vitro.
- Kesimpulan
Kejadian sebelum ovulasi menentukan akhir nasib oosit, kejadian yang terjadi antar tahap zigot dan blastosist akan berpengaruh pada kualitas blastosist. Menurut Hendriksen et al. (28), meneliti bahwa oosit dengan kondisi perkembangan yang identik hingga gelombang LH akan mengalami perbedaan kemampuan untuk mencapai tahap blastosist berdasarkan kemampuan maturasi in vivo atau in vitro , faktanya metode maturasi in vitro masih dapat ditingkatkan. Salah satu jalan untuk meningkatkan hasil embrio adalah prematurasi dari oosit utama dilanjutkan dengan maturasi. Beberapa hasil mengenai kemungkinan oosit dapat kembali memperbaiki tahap germinal vesikula tanpa mempengaruhi blastosist selanjutnya (41, 47, 50, 55, 57), belum ditunjukkan sebagai jalan untuk meningkatkan kemampuan perkembangan oosit. Terdapat fakta yang menunjukkan seperti oosit yang diblok dapat menghasilkan kelahiran normal pada akhir musim semi. Banyak yang dapat dikerjakan untuk meningkatkan kemungkinan memodifikasi kondisi dari kultur in vitro dan meyakinkan bahwa blastosist yang berkembang memiliki kualitas yang tinggi.
REFERENSI
[1] Abd El Razek I.M., Charpigny G., Kodja S.,Marquant-Le Guienne B., Mermillod P.,Guyader-Joly C., Humblot P., Differences in lipid composition between in vivo- and in vitro produced bovine embryos, Theriogenology 53 (2000) 346 abstract.
[2] Abe H., Yamashita S., Itoh T., Satoh T., Hoshi H., Ultrastructure of bovine embryos developed from in vitro-matured and -fertilized oocytes: comparative morphological evaluation of embryos cultured either in serum-free medium or serum-supplemented medium, Mol. Reprod.Dev. 53 (1999) 325–335.
[3] Allen W.R., Stewart F., Trounson A.O.,Tischner M., Bielanski W., Viability of horse embryos after storage and long distance transport in the rabbit, J. Reprod.Fertil. 47 (1976) 387–390.
[4] Assey R.J., Hyttel P., Greve T., Purwantara B.,Oocyte morphology in dominant and subordinate follicles, Mol. Reprod. Dev. 37 (1994) 335–344.
[5] Assey R.J., Hyttel P., Roche J.F., Boland M., Oocyte steroid and follicular steroid concentrations in superovulated versus unstimulated heifers, Mol. Reprod. Dev. 39 (1994) 8–16.
[6] Averill R.L.W., Adams C.E., Rowson L.E.A., Transfer of mammalian ova between species, Nature 176 (1955) 167–170.
[7] Bavister B.D, Culture of preimplantation embryos: facts and artifacts, Hum. Reprod. Update 1 (1995) 91–148.
[8] Bavister B.D., Boatman D.E., Leibfried M.L.,Loose M., VernonM.W,Fertilization and cleavage of rhesus monkey oocytes in vitro, Biol.Reprod. 28 (1983) 983–999.
[9] Boland M.P., Use of the rabbit oviduct as a screening tool for the viability of mammalian eggs, Theriogenology (1984) 126–137.
[10] Boni R., Tosti E., Roviello S., Dale B., Intracellular communication in in vivo- and in vitro produced bovine embryos, Biol. Reprod. 61 (1999) 1050–1055.
[11] Bordignon V., Morin N., Durocher J., Bousquet D., Smith L.C., GnRH improves the recovery rate and the in vitro developmental competence of oocytes obtained by transvaginal follicular aspiration from superstimulated heifers, Theriogenology 48 (1997) 291–298.
[12] Brevini-Gandolfi T., Favetta L.A., Lonergan P., Gandolfi F, The mechanism regulating maternal mRNA stability and translation is affected in bovine embryos with low developmental competence, Theriogenology 53 (2000) 268 abst.
[13] Callesen H., Greve T., Hyttel P., Preovulatory endocrinology and oocyte maturation in superovulated cattle, Theriogenology 25 (1986)71–86.
[14] Carolan C., Lonergan P., Van Langendonckt A., Mermillod P., Factors affecting bovine embryo development in synthetic oviduct fluid following oocyte maturation and fertilization in vitro, Theriogenology 43 (1995) 1115–1128.
[15] Comizzoli P., Marquant-Le Guienne B.,Heyman Y., Renard J.P., Onset of the first S-phase is determined by a paternal effect during the G1-phase in bovine zygotes, Biol. Reprod. 62 (2000) 1677–1684.
[16] Crosier A.E., Farin P.W., Dykstra M.J., Alexander J.E., Farin C.E., Ultrastructural morphometry of bovine compact morulae produced in vivo or in vitro, Biol. Reprod. 62 (2000) 1459–1465.
[17] de Loos F., van Maurik P., van Beneden T., Kruip T.A., Structural aspects of bovine oocyte maturation in vitro, Mol. Reprod. Dev. 31 (1992) 208–214.
[18] Dinnyes A., Lonergan P., Fair T., Boland M.P, Yang X., Timing of the first cleavage postinsemination affects cryosurvival of in vitroproduced bovine blastocysts, Mol. Reprod. Dev. 53 (1999) 318–324.
[19] Duby R.T., Hill J.L., O’Callaghan D., Overstrom E.W., Boland M.P., Changes induced in the bovine zona pellucida by ovine and bovine oviducts, Theriogenology 47 (1997) 332 abst.
[20] Ectors F.J., Thonon F., Delval A., Fontes R.S.,Touati K., Beckers J.F., Ectors F., Comparison between culture of bovine embryos in vitro versus development in rabbit oviducts and in vivo, Livestock Prod. Sci. 36 (1993) 29–34.
[21] Eid L.N., Parrish J.J., Duration of G2-phase and onset of M-phase during the first cell cycle of the bovine embryo is dependent on bull in vivo fertility, Theriogenology (1995) 205 abst.
[22] Enright B.P., Lonergan P., Dinnyes A., Fair T., Ward F.A., Yang X., Boland M.P., Culture of in vitro produced bovine zygotes in vitro vs. in vivo: implications for early embryo development and quality, Theriogenology 54 (2000), 659–673.
[23] Eyestone W.H., Leibfried-Rutledge M.L., Northey D.L., Gilligan B.G., First N.L., Culture of one- and two-cell bovine embryos to the blastocyst stage in the ovine oviduct, Theriogenology 28 (1987) 1–7.434
[24] Fair T., Lonergan P., Dinnyes A., Cottell D., Hyttel P., Ward F.A., Boland M.P., Ultrastructure of bovine blastocysts following cryopreservation: effect of method of embryo production on blastocyst quality, Mol. Reprod. Dev. 58 (2001) 186–195.
[25] Galli C., Lazzari G., Practical aspects of IVM/IVF in cattle, Anim. Reprod. Sci. 42 (1996) 371–379.
[26] Greve T., Xu K.P., Callesen H., Hyttel P., In vivo development of in vitro fertilized bovine oocytes matured in vivo versus in vitro, J. In Vitro Fert. Embryo Transf. 4 (1987) 281–285.
[27] Gutierrez-Adan A., Behboodi E., Anderson G.B., Medrano J.F., Murray J.D., Relationship between stage of development and sex of bovine IVM-IVF embryos cultured in vitro versus in the sheep oviduct, Theriogenology 46 (1996) 515–525.
[28] Hendriksen P.J.M., Vos P.L.A.M., Steenweg W.N.M., Bevers M.M., Dieleman S.J., Bovine follicular development and its effect on the in vitro competence of oocytes, Theriogenology 53 (2000) 11–20.
[29] Holm P., Walker S.K., Petersen B.A., Ashman R.J., Seamark R.F., In vitro vs. in vivo culture of ovine IVM-IVF ova: effect on lambing, Theriogenology 41 (1994) 217 abst.
[30] Hunter R.H.F., Lawson R.A.S., Rowson L.E.A., Maturation, transplantation and fertilization of ovarian oocytes in cattle, J. Reprod. Fertil. 30 (1972) 325–328.
[31] Hyttel P., Xu K.P., Smith S., Greve T., Ultrastructure of in-vitro oocyte maturation in cattle, J. Reprod. Fertil. 78 (1986) 615–625.
[32] Hyttel P., Xu K.P., Greve T., Ultrastructural abnormalities of in vitro fertilization of in vitro matured bovine oocytes, Anat Embryol 178 (1988) 47–52.
[33] Hyttel P., Greve T., Callesen H., Ultrastructural aspects of oocyte maturation and fertilization in cattle, J. Reprod. Fertil. 38 (suppl.) (1989) 35–47.
[34] Hyttel P., Fair T., Callesen H., Greve T., Oocyte growth, capacitation and final maturation in cattle, Theriogenology 47 (1997) 23–32.
[35] Jimenez C., Rumph N., Moore H., Walmsely S., Buckrell B., Pollard J.W.,Sheep intermediate recipient culture of in vitro produced bovine embryos: culture in ligated oviducts versus combined oviductal-uterine culture, Theriogenology 55 (2001) 336 abst.
[36] Khosla S., Dean W., Brown D., Reik W., Feil R., Culture of preimplantation mouse embryos affects fetal development and the expression of imprinted genes, Biol. Reprod. 64 (2001) 918–926.
[37] Khurana N.K., Niemann H., Energy metabolism in preimplantation bovine embryos derived in vitro or in vivo, Biol. Reprod. 62 (2000) 847–856.435
[38] Knijn H.M., Wrenzycki C., Hendriksen P.J.M., Vos P.L.A.M., van der Weijden G.C., Niemann H., Dieleman S.J., Effects of in vitro versus in vivo maturation on gene expression in single bovine blastocysts, Theriogenology 55 (2001) 238 abst.
[39] Krisher R.L., Petters R.M., Johnson B.H., Bavister B.D., Archibong A.E., Development of porcine embryos from the one-cell stage to blastocyst in mouse oviducts maintained in organ culture, J. Exp. Zool. 249 (1989) 235–239.
[40] Krisher R.L., Lane M., Bavister B.D., Developmental competence and metabolism of bovine embryos cultured in semi-defined and defined culture media, Biol. Reprod. 60 (1999) 1345–1352.
[41] Kubelka M., Motlik J., Schultz R.M., Pavlok A., Butyrolactone I reversibly inhibits meiotic maturation of bovine oocytes without influencing chromosome condensation activity, Biol. Reprod. 62 (2000) 292–301.
[42] Langendonckt A.V., Donnay I., Schuurbiers N., Auquier P., Carolan C., Massip A., Dessy F., Effects of supplementation with fetal calf serum on development of bovine embryos in synthetic oviduct fluid medium, J. Reprod. Fertil. 109 (1997) 87–93.
[43] Lawson R.A.S., Adams C.E., Rowson L.E.A., The development of sheep eggs in the rabbit oviduct and their viability after re-transfer to ewes, J. Reprod. Fertil. 29 (1972) 105–116.
[44] Lee K.F., Chow J.F.C, Xu J.S, Chan S.T.H., Ip S.M., Yeung W.S.B., A comparative study of gene expression in murine embryos developed in vivo, cultured in vitro, and cocultured with human oviductal cells using messenger ribonucleic acid differential display, Biol. Reprod. 64 (2001) 910–917.
[45] Leibfried-Rutledge M.L., Critser E.S., Eyestone W.H., Northey D.L., First N.L., Development potential of bovine oocytes matured in vitro or in vivo, Biol. Reprod. 36 (1987) 376–383.
[46] Lonergan P., Monaghan P., Rizos D., Boland M.P.,
[47] Lonergan P., Khatir H., Carolan C., Mermillod P., Bovine blastocyst production in vitro after inhibition of oocyte meiotic resumption for 24 h, J. Reprod. Fertil. 109 (1997) 355–365.
[48] Lonergan P., Khatir H., Piumi F., Rieger D., Humblot P., Boland M.P., Effect of time interval from insemination to first cleavage on the developmental characteristics, sex and pregnancy rates following transfer of bovine preimplantation embryos, J. Reprod. Fertil. 117 (1999) 159–167.
[49] Lonergan P., O’Kearney-Flynn M., Boland M.P., Effect of protein supplementation and presence of an antioxidant on the development of bovine zygotes in synthetic oviduct fluid medium under high or low oxygen tension, Theriogenology 51 (1999) 1565–1576.
[50] Lonergan P., Dinnyes A., Fair T., Yang X., Boland M., Bovine oocyte and embryo development following meiotic inhibition with butyrolactone I, Mol. Reprod. Dev. 57 (2000) 204–209.
[51] Lonergan P., Gutierrez-Adan A., Pintado B., Fair T., Ward F.A., de la Fuente J., Boland M.P., Relationship between time of first cleavage and the expression of IGF-I growth factor, its receptor and two housekeeping genes in bovine two cell embryos and blastocysts produced in vitro, Mol. Reprod. Dev. 57 (2000) 146–152.
[52] Marquant-Le Guienne B., Gerard M., Solari A., Thibault C., In vitro culture of bovine egg fertilized either in vivo or in vitro, Reprod. Nutr. Dev. 29 (1989) 559–568.
[53] Massip A., Mermillod P., Dinnyes A., Morphology and biochemistry of in-vitro produced bovine embryos: implications for their cryopreservation, Hum. Reprod. 10 (1995) 3004–3011.
[54] McKiernan S.H., Bavister B.D., Timing of development is a critical parameter for predicting successful embryogenesis, Hum. Reprod. 9 (1994) 2123–2129.
[55] Mermillod P., Tomanek M., Marchal R., Meijer L., High developmental competence of cattle oocytes maintained at the germinal vesicle stage for 24 hours culture by specific inhibition of MPF kinase activity, Mol. Reprod. Dev. 55 (2000) 89–95.
[56] Minami N., Bavister B.D., Iritani A., Development of hamster two-cell embryos in the isolated mouse oviduct in organ culture system, Gamete Res. 19 (1988) 235–240.
[57] Motlik J., Pavlok A., Lapthitis G., Kubelka M., Impact of two-step in vitro culture systems on developmental potency of oocytes, Reprod. Dom. Anim. 35 (2000) 267–271.
[58] Myers M.W., Zhang L., Stroud B.K., Godke R.A., Development of in vitro-matured bovine oocytes fertilized either in vitro or in vivo, in: Proceedings of the 12th Congress on Animal Reproduction, The Hague, 1992, pp. 668–670.
[59] Natale D.R., Kidder G.M., Westhusin M.E., Watson A.J., Assessment by differential display- RT-PCR of mRNA transcript transitions and a-amanitin sensitivity during bovine preattachment development, Mol. Reprod. Dev. 55 (2000) 152–163.
[60] Newcomb R., Christie W.B., Rowson L.E.A., Birth of calves after in vivo fertilisation of oocytes removed from follicles and matured in vitro, Vet. Rec. 102 (1978) 461–462.
[61] Pavlok A., Lucas-Hahn A., Niemann H., Fertilization and developmental competence of bovine oocytes derived from different categories of antral follicles, Mol. Reprod. Dev. 31 (1992) 63–67.
[62] Pinyopummintr T., Bavister B.D., Development of bovine embryos in a cell-free culture medium: effects of type of serum, timing of its inclusion and heat inactivation, Theriogenology 41 (1994) 1241–1249.
[63] Polge C., Adams C.E., Baker R.D., Development and survival of pig embryos in the rabbit oviduct, in: 7th International Congress on Animal Reproduction and Artificial Insemination, 1972, pp. 513–517.
[64] Pollard J.W., Leibo S.P., Chilling sensitivity of mammalian embryos, Theriogenology 41 (1994) 101–106.
[65] Prather R.S., Sims M.M., First N.L., Culture of porcine embryos from the one- and two-cell stage to the blastocyst stage in sheep oviducts, Theriogenology 35 (1991) 1147–1151.
[66] Pugh A., Cox S., Peterson J., Ledgard A., Forsyth J., Cockrem K., Tervit R., Culture of bovine embryos in sheep oviducts improves frozen but not fresh embryo survival, Theriogenology55 (2001) 314 abst.
[67] Rexroad C.E., Powell A.M., The ovine uterus as a host for in vitro-poduced bovine embryos, Theriogenology 52 (1999) 351–364.
[68] Rizos D., Ward F., Duffy P., Boland M.P., Lonergan P., Consequences of bovine oocyte maturation, fertilization or early embryo development in vitro versus in vivo: implications for blastocyst yield and blastocyst quality, Mol. Reprod. Dev. 61 (2002) 234–248.
[69] Sakkas D., Shoukir Y., Chardonnens D., Bianchi P.G., Campana A., Early cleavage of human embryos to the two-cell stage after intracytoplasmic sperm injection as an indicator of embryo viability, Hum. Reprod. 13 (1998) 182–187.
[70] Sharif H., Vergos E., Lonergan P., Gallagher M., Kinis A., Gordon I., Development of early bovine embryos in the isolated mouse oviduct maintained in organ culture, Theriogenology 35 (1991) 270 abst.
[71] Shoukir Y., Chardonnens D., Campana A., Bischof P., Sakkas D., The rate of development and time of transfer play different roles in influencing the viability of human blastocysts, Hum. Reprod. 13 (1998) 676–681.
[72]. Slimane W., Heyman Y., Lavergne Y., Humblot P., Renard J.P., Assessing chromosomal abnormalities in two-cell bovine in vitro fertilized embryos by using in situ hybridization with three different cloned probes, Biol. Reprod. 62 (2000) 628–635.
[73] Sreenan J., In vitro maturation and attempted fertilization of cattle follicular oocytes, J. agric. Sci., Camb. (1970) 393–396.
[74] Sreenan J.M., Scanlon P., Gordon I., Culture of fertilised cattle eggs, J. Agric. Sci. 70 (1968) 183–185.
[75] Suzuki H., Presicce G.A., Yang X, Analysis of bovine oocytes maturated in vitro vs in vivo by scanning electron microscopy, Theriogenology 45 (1996) 271 abst.
[76] Talbot N.C., Powell A., Garrett W., Edwards J.L., Rexroad C. Jr., Ultrastructural and karyotypic examination of in vitro produced bovine embryos developed in the sheep uterus, Tissue Cell 32 (2000) 9–27.
[77] Tervit H.R., Pugh P.A., McGowan L.T., Bell A.C.S., Wells R.W., TheN freezability of sheep embryos is affected by culture system and source (in vivo or in vitro derived), Theriogenology 41 (1994) 315 abst.
[78] Totey S.M., Daliri M., Rao K.B.C.A., Pawshe C.H., Taneja M., Chillar R.S., Differential cleavage and developmental rates and their correlation with cell numbers and sex ratios in buffalo embryos generated in vitro, Theriogenology 45 (1996) 521–533.
[79] Trounson A.O., Willadsen S.M., Rowson L.E.A., Fertilization and development capability of bovine follicular oocytes matured in vitro and in vivo and transferred to the oviducts of rabbits and cows, J. Reprod. Fert. 51 (1977) 321–327.
[80] van de Leemput E.E., Vos P.L.A.M., Zeinstra E.C., Bevers M.M., van der Weijden G.C., Dieleman S.J., Improved in vitro embryo development using in vivo matured oocytes from heifers superiovulated with a controlled preovulatory LH surge, Theriogenology 52 (1999) 335–349.
[81] Van Soom A., Vlaenderen I.V., Mahmoudzadeh A.R., Deluyker H., de Kruif A., Compaction rate of in vitro fertilized bovine embryos related to the interval from insemination to first cleavage, Theriogenology 38 (1992) 905–919.
[82] Viuff D., Rickords L., Offenberg H., Hyttel P., Avery B., Greve T., Olsaker I., Williams J.L., Callesen H., Thomsen P.D., A high proportion of bovine blastocysts produced in vitro are mixoploid, Biol. Reprod. 60 (1999) 1273–1278.
[83] Ward F., Rizos D., Corridan D., Quinn K.M., Boland M.P, Lonergan P., Paternal influence on the time of the first embryonic cleavage post insemination and the implications for subsequent bovine embryo development in vitro and fertility in vivo, Mol. Reprod. Dev. 60 (2001) 47–55.
[84] Warner C.M., McElhinny A.S., Wu L., Cieluch C., Ke X., Cao W., Tang C., Exley G.E., Role of the Ped gene and apoptosis genes in control of preimplantation development, J. Assist. Reprod. Genet. 15 (1998) 331–337.
[85] Wrenzycki C., Herrmann D., Carnwath J.W., Niemann H., Expression of the gap junction gene connexin43 (C ¥ 43) in preimplantation bovine embryos derived in vitro or in vivo, J. Reprod. Fertil. 108 (1996) 17–24.
[86] Wrenzycki C., Herrmann D., Carnwath J.W., Niemann H., Alterations in the relative abundance of gene transcripts in preimplantation bovine embryos cultured in medium supplemented with either serum or PVA, Mol. Reprod. Dev. 53 (1999) 8–18.
[87] Wright R.W., Ellington J., Morphological and physiological differences between in vivo- and in vitro-produced preimplantation embryos from livestock species, Theriogenology 44 (1995) 1167–1189.
Tidak ada komentar:
Posting Komentar